GC-IRMS Umweltmonitoring mittels GC-IRMS

Um exakte Aussagen über den biologischen Abbau von Schadstoffen in Boden und Grundwasser zu treffen, nutzt das zentrale geowissenschaftliche Informations- und Forschungszentrum der Niederlande die Gaschromatographie-Isotopen-Ratio-Massenspektrometrie, kurz GC-IRMS. Die Stir-Bar-Sorptive-Extraction (SBSE) erleichtert die Probenvorbereitung und macht die Analyse zum Umweltmonitoring empfindlicher.

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Das Umweltmonitoring spielt für Unternehmen aller produzierenden Industrien eine wichtige Rolle. Sie müssen Ausschau halten nach mehr oder weniger brisanten chemischen Verbindungen, Rückständen chlorhaltiger Reinigungsmittel, Mineralölen oder anderen raffinierten Produkten. Diese können durch Leckagen in Tanks, Rohrleitungen oder Fässern sowie durch Fehler in der Produktion in die Umwelt entweichen. Sickern Schadstoffe wie Benzin (Mischung aus mehr als 100 verschiedenen, überwiegend leichtflüchtigen Kohlenwasserstoffen), polyaromatische Kohlenwasserstoffe (PAK) oder polychlorierte Biphenyle (PBC) in den Boden oder ins Grundwasser, hat das nicht nur Auswirkungen auf die Umwelt. Es schadet auch dem Verursacher: Die Sanierung von kontaminierten Flächen kann sehr kostspielig sein und führt in der Regel zu empfindlichen Strafen.

Werden in Oberflächen- oder Grundwasser auffällig hohe Konzentrationen organischer, gegebenenfalls chlorierter Komponenten gefunden, liegt der Verdacht einer Kontamination mit Schadstoffen nahe. Damit Schadstoffeinträge in den Boden nicht in tiefere Erdschichten oder ins Grundwasser gelangen, trägt man das kontaminierte Erdreich ab; es wird deponiert, verbrannt oder aufwändig gereinigt. Sollte sich ein Aushub als unmöglich oder wenig sinnvoll erweisen, lassen sich kontaminierte Flächen auch versiegeln, um zu verhindern, dass etwa Regen die Schadstoffe mobilisiert.

Bakterien besorgen den biologischen Abbau organischer Kontaminationen in Boden und Grundwasser. Ein wirksamer, aber langwieriger Prozess, der sich jedoch durch die Optimierung verschiedener Parameter beschleunigen lässt. „Meist findet sich ein Mikroorganismus, dem selbst das stärkste Gift schmeckt“, sagt Kathrin Reimer. Sie ist Wissenschaftlerin am Geolab des TNO Built Environment and Geosciences, des zentralen geowissenschaftlichen Informations- und Forschungszentrums der Niederlande.

Konventionelle Messmethoden liefern keine eindeutigen Aussagen

Ob ein biologischer Abbau stattfindet und wie sich der Stoffumsatz gestaltet, ist in situ, also im Feld vor Ort prüfbar, obgleich es mit herkömmlichen analytischen Mitteln und Methoden häufig problematisch ist: „Art und Konzentration einer Substanz sowie deren Abbauprodukte lassen sich zwar in Boden- und Grundwasserproben sicher bestimmen, etwa durch eine GC/MS-Analyse“, sagt Reimer. Allerdings hält sie die Resultate für ungeeignet, um hinreichend zufriedenstellende Aussagen über den biologischen Abbau zu machen. „Ändert sich die Konzentration einer im Boden oder Grundwasser vorliegenden Substanz“ erklärt die Ingenieurin, „hat das nicht zwangsläufig mit einem biologischen Abbau zu tun. Es kann ebenso gut das Resultat physikalischer Prozesse sein, die im Boden oder im Grundwasser ablaufen, etwa Adsorption, Verdünnung oder Verflüchtigung.“

Als wenig aussagekräftig beurteilt sie auch, die mikrobielle Aktivität oder die Zahl der Mikroorganismen pro Volumen- oder Gewichtseinheit zu bestimmen. Zudem ist es unmöglich, Informationen über die mikrobielle Gemeinschaft und deren Aktivität in eine zu erwartende oder mögliche Rate des Abbaus von Schadstoffen zu übersetzen. Theoretische beziehungsweise Laborwerte liefern nur ungenaue Informationen; einzig die kontinuierliche Überwachung der Kontamination in situ, also unter realen Bedingungen vor Ort, bringt zuverlässige Resultate. „Das jedoch ist meist einfach zu teuer“, sagt Riemer.

Allerdings sollte die Bestimmung der Abbaurate kein Problem sein. Wenn bekannt ist, welche Substanz Boden oder Grundwasser verunreinigt, liegt es da nicht auf der Hand, einfach die Metaboliten, die Abbauprodukte zu bestimmen, und darüber auf die biologische Abbaurate zu schließen? Klingt einfach, ist es aber nicht.Laut Reimer ist es vielfach schlicht unmöglich, die Abbau- und Zwischenprodukte sicher zu bestimmen. Erstens sei zum Teil gar nicht bekannt, welche Zwischenprodukte beim biologischen Abbau organischer Verbindungen wie Benzol und Naphtalin entstehen können. Zweitens liegen Zwischenprodukte häufig nur in sehr geringen, kaum messbaren Konzentrationen vor.

Außerdem lassen sich Metaboliten unter Umständen mehreren Verbindungen zuordnen: „Benzoat entsteht beim aeroben und beim anaeroben Abbau sowohl von Toluol als auch von Xylol“, sagt Kathrin Reimer. Unter Umständen könnten auch natürliche, völlig unauffällige Reaktionsprodukte wie Fettsäuren oder Kohlendioxid entstehen, wenn Mineralöl oder Aromaten biologisch abgebaut werden.

Bestimmung des Isotopenverhältnis mittels GC-IRMS bietet entscheidende Vorteile

„Wir wissen“, erklärt Kathrin Reimer, „dass Mikroorganismen Bindungen zwischen leichten Kohlenstoff- beziehungsweise Wasserstoff-Isotopen bevorzugt abbauen.“ Auf diese Erkenntnis stützt sich die Gaschromatographie-Isotopen-Ratio-Massenspektrometrie (GC-IRMS), ein Verfahren, das Ende der 1980er-Jahre [1] zum Einsatz kam und sich seitdem in der Umweltanalytik bewährt hat, um Abbau oder Herkunft einzelner Komponenten zu bestimmen.

Die Veränderung des Verhältnisses der Isotope eines Elements, hervorgerufen durch physikalische, chemische oder biochemische Prozesse, bezeichnet man als Isotopenfraktionierung. Mit der GC-IRMS lässt sich das resultierende Isotopenverhältnis exakt bestimmen. Die verwendeten Massenspektrometer messen selektiv die interessanten Isotope und arbeiten sehr empfindlich. Kathrin Reimer: „Bei Verunreinigungen des Bodens oder des Grundwassers legt man den Fokus auf die stabilen Isotope des Kohlenstoffs 12C und 13C sowie auf die des Wasserstoffs 1H und 2H beziehungsweise D.“

Bislang wird vor allem das Verhältnis der stabilen Kohlenstoffisotope gemessen, also delta13C; in jüngerer Zeit rückt auch der deltaD-Wert zunehmend in den Fokus des Interesses. Ein Beispiel ist die Überwachung des biologischen Abbaus von BTEX-Aromaten. Es ist bekannt, erklärt die Expertin, dass beim anaeroben Abbau von BTEX nur eine geringe Fraktionierung des Kohlenstoff-isotops, etwa zwei bis sechs Promille, auftritt; Grund ist der relativ geringe Molmassenunterschied. Bei der Betrachtung von deltaD, lässt sich eine Fraktionierung von 60 Promille (Toluol) bis 120 Promille (Benzol) feststellen. Mit anderen Worten, die komponentenspezifische Analyse stabiler Isotopen ist geeignet, um den biologischen Abbau von Benzol nachzuweisen. „Wir können von einem signifikanten Abbau sprechen“, sagt Kathrin Reimer, „wenn für Kohlenstoffisotopen eine Fraktionierung von mindestens 0,5 Promille stattgefunden hat, für Wasserstoffisotopen gilt 2 Promille.“

Auf den Punkt gebracht: Die komponentenspezifische Analyse stabiler Isotope ermöglicht es, den Grad des Abbaus von Verbindungen in Feldproben direkt nachzuweisen. Da die Fraktionierung einzelner Verbindungen ermittelt wird, ist es möglich, die unterschiedliche biologische Umwandlung verschiedener Verbindungen, etwa einzelner chlorierter und nicht chlorierter Verunreinigungen, zu unterscheiden. „Die Analyse von delta13C oder deltaD gibt Auskunft, ob man noch vom Ausgangsprodukt einer Verunreinigung sprechen kann, oder ob der biologische Abbau der jeweiligen Verbindung bereits begonnen hat“, erklärt Kathrin Reimer.

Um den biologischen Abbau mithilfe stabiler Isotopen quantifizieren und verifizieren zu können, müssten die Proben an Stellen entnommen werden, die ein repräsentatives Bild des kontaminierten Gebietes geben, um den möglichen biologischen Abbau beschreiben und nachvollziehen zu können. Idealerweise wird eine Probe mit maximaler Konzentration der Verunreinigung untersucht; sie wird als Ausgangspunkt definiert. Darauf folgen Proben mit abnehmenden Konzentrationen. Der delta-Wert des Ausgangspunktes ist stets der kleinste gemessene delta-Wert. „Auf diese Weise“, erklärt die Expertin, „lässt sich mithilfe der delta-Werte in Verbindung mit der Konzentration der Fraktionierungsfaktor berechnen und die Abbaurate bestimmen.“ Der Fraktionierungsfaktor der zu untersuchenden Verbindung sollte signifikant sein und die vorliegenden Konzentrationen sollten oberhalb der Nachweisgrenze des GC-IRMS liegen.

Die komponentenspezifische stabile Isotopenanalyse hat laut Reimer gegenüber herkömmlichen Methoden zwei erhebliche Vorteile: „Sie ermöglicht Aussagen über das Verhalten einer spezifischen Komponente in einer Mischung mit anderen Verbindungen. Außerdem gelingt es mit ihr, die Komponenten dem Verursacher beziehungsweise der Verunreinigungs-Quelle, eindeutig zuzuordnen – unter Umständen selbst dann, wenn mehrere Quellen ursächlich sind für die Verunreinigung.“

Eine Messung reicht für Aussagen über die biologische Aktivität

Ein wichtiger Punkt spricht nach Ansicht Reimers für die Anwendung der komponentenspezifischen Isotopenanalyse: Eine Messung genügt, um Aussagen über die biologische Aktivität zu machen. Bis dato waren immer verschiedene Monitorrunden notwendig, um eine Abnahme der Konzentration zu belegen. „Einen Beleg für mikrobiologische Aktivität war das aber nicht“, sagt sie. Als problematisch sieht sie jedoch, dass die Fraktionierung der Kohlenstoffisotope erst sichtbar wird, wenn der biologische Abbau weit fortgeschritten ist (mehr als 60 Prozent). Demgegenüber ist die Fraktionierung der Wasserstoffisotope bereits bei einem Abbau von 30 Prozent und damit deutlich eher nachweisbar. Von Nachteil war bislang auch die relativ hohe Nachweisgrenze der Analyse, wodurch sich die Methode nur anwenden ließ, wenn die Proben eine ausreichend hohe Konzentration der Verbindung enthielten.

Proben mit einem fortgeschrittenen Abbaustadium enthalten nur noch geringe Schadstoff-Konzentrationen und sind deshalb schwierig zu messen. Um diese auch zuverlässig bestimmen zu können, setzt man bei TNO auf die Stir-Bar-Sorptive-Extraction (SBSE) mit der Twister-Technologie. Beim Twister handelt es sich, vereinfacht gesagt, um ein Rührstäbchen für Magnetrührer, das mit Polydimethylsiloxan (PDMS) als Sorptionsschicht ummantelt ist. Der Twister extrahiert die organischen Zielkomponenten unmittelbar, nachdem er in die Probe gegeben wurde. Die Desorption geschieht in der Gerstel-Thermal-Desorption-Unit TDU; die im PDMS des Twisters sorbierten Komponenten werden in der TDU temperaturprogrammiert ausgeheizt, im Gerstel-Kalt-Aufgabe-System KAS cryofokussiert und von dort wieder temperaturprogrammiert auf die Säule des GC überführt. Kathrin Reimer: „Unabhängig davon, dass der Twister sehr viel empfindlicher extrahiert als die Solid-Phase-Micro-Extraction (SPME), lässt sich die SBSE einfach handhaben. Der Twister ist ideal für den Einsatz im Feld, etwa um zu verhindern, dass extrem flüchtige Verbindungen wie Vinylchlorid schon bei der Entnahme von Grundwasserproben verdampfen.“ Die Analyse der Komponenten erfolgt zudem ohne umfangreiche Vorbehandlung der Proben und voll automatisiert, betont die Expertin.

Besonders gute Erfahrung mit dem Twister hat Kathrin Reimer beim Nachweis und zur Überwachung von BTEX-Komponenten gesammelt; analysiert wurden Kohlenstoff- und Wasserstoffisotopen. Die Nachweisgrenze stabiler Kohlenstoffisotope etwa von Benzol liegt bei etwa 1 ppb.

Mit der Twister-GC-IRMS-Technik hat die Ingenieurin nicht nur BTEX-Komponenten analysiert, sondern auch Methoden für die Analyse chlorierter Kohlenwasserstoffe und spezifischer Mineralölkomponenten wie MTBE und TBA entwickelt. „Der Einsatz der komponentenspezifischen stabilen Isotopenanalyse in Kombination mit dem Twister ist für den Nachweis eines natürlichen und/oder stimulierten Abbaus von Verunreinigungen einsetzbar. Für uns am Geolab des TNO ist der Twister-GC-IRMS die Methode der Wahl“, sagt Reimer.

Isotope und ihre Analyse – Bestimmung des delta-Wertes gibt Informationen über die Isotopenzusammensetzung

Isotope sind Atome ein und desselben chemischen Elements; sie besitzen die gleiche Anzahl an Protonen im Kern, unterscheiden sich allerdings in der Zahl der vorhandenen Neutronen. Die Summe der Protonen und Neutronen: kurz die Massenzahl, divergiert bei den verschiedenen Isotopen eines Elements. Bei Kohlenstoff beispielsweise kennen wir die natürlichen Isotope mit der Massenzahl 12 (12C; natürlicher Prozentanteil 98,89%), Massenzahl 13 (13C; natürlicher Prozentanteil 1,11%) und Massenzahl 14 (14C). Die Isotopen 12C und 13C sind stabil und nicht radioaktiv, während 14C radioaktiv, also nicht stabil ist.

Obschon sie vergleichbare chemische Eigenschaften besitzen, unterscheiden sich die Isotope eines Elements etwa in der Geschwindigkeit, mit der sie chemisch reagieren: Die Reaktionsgeschwindigkeit hängt auch ab von der Molekülmasse, weshalb das leichtere 12C-Isotop eher umgesetzt wird als sein schwerfälliger Bruder, das 13C-Isotop. Die stabile Isotopenzusammensetzung der Elemente wird als delta-Wert angegeben und zwar in Relation zu einem internationalen Standard, dessen Isotopenverhältnis bekannt ist; der Wert wird in Promille (‰) ausgedrückt. Berechnet werden die delta-Werte wie folgt: δ = (Rx/Rs-1). R entspricht der Stoffmenge des schweren im Verhältnis zum leichten Isotop; Rx bezieht sich auf die Probe, Rs auf den bekannten internationalen Standard. Ein Vergleich der delta-Werte ergibt einen Unterschied beim Isotopengehalt zwischen Probe und Referenzstandard. Ein positiver delta-Werte bedeutet: das Isotopenverhältnis der Probe ist größer als das des Referenzstandard; die Probe enthält also mehr schwere Isotopen bezogen auf die Anzahl der vorhandenen leichten Isotope als es beim Standard der Fall ist. Um die in einer Probe enthaltenen organischen Verunreinigungen für die Isotopenanalyse zugänglich zu machen, erfolgt eine Trennung der Komponenten mittels GC. Die einzelnen Verbindungen werden, ist man an Kohlenstoffisotopen interessiert, kontinuierlich, im „continuous flow mode“, durch einen Verbrennungsofen geleitet und katalytisch zu CO2 umgesetzt.

Wasserstoffisotope lassen sich detektieren, nachdem bei 1440 °C in einem Temperaturkonversionsofen Wasserstoffgas (H2) und „glasy carbon“, welches im Ofen verbleibt, hergestellt wurde. Mit anderen Worten: In die Ionenquelle des Massenspektrometers gelangen nur die Gase CO2 und H2. Für delta13C werden anschließend nur m/z 44, 45 und 46 und für deltaD nur m/z 2 und 3 gemessen. Aus den gemessenen Werten wird danach mithilfe verschiedener Korrekturfaktoren und unter Einbeziehung der Standardinformationen der jeweilige delta-Wert berechnet.

Bestimmung von BTEX und LCKW: Methode und Geräteparameter

Zum Einsatz kamen: Gerstel-Thermal-Desorption-Unit TDU, Gerstel-Kalt-Aufgabe-System KAS, Agilent GC 6890, direkt gekoppelt an einen Thermo GC-C/TC III und Delta XP Advantage IRMS. Abhängig vom gemessenen Isotopenverhältnis wurde der GC-C/TC III mit einem Verbrennungsofen bei 960 °C und ein Reduktionsofen bei 640 °C (delta13C) oder einem Thermokonversionsofen (deltaD) bei 1440 °C ausgerüstet.

• BTEX in Wasser: Die BTEX werden für die Dauer von einer Stunde mit dem Gerstel-Twister extrahiert; die Desorption erfolgt in der TDU bei 225 °C für die Dauer von vier Minuten, die Cryofokussierung der freigesetzten Komponenten auf Tenax-Röhrchen im Kalt-Aufgabe-System KAS bei minus 150 °C. Verwendete GC-Säule: AT-Wax, 30 m x 0,32 mm, ID 1,0 µm; Temperaturprogramm: 50 °C (3 min), 5 °/min bis 100 °C (7min), 25 °C/min bis 225 °C (3 min); Flussrate: 1,1 mL.
• PCE, TCE, cis-DCE, trans-DCE und VC in Wasser: Der Gerstel-Twister wurde noch im Feld der Probe zugesetzt, um extrem leichtflüchtige Verbindungen wie Vinylchlorid (VC) frühzeitig zu sorbieren. Dauer der SBSE: 1 Stunde. Der Twister wurde anschließend in der TDU automatisiert desorbiert bei 260 °C für die Dauer von vier Minuten, die Cryofokussierung erfolgte auf Tenax-Röhrchen im KAS bei minus 150 °C. Verwendete GC-Säule: GS Gaspro, 30 m x 0,32 mm; Temperaturprogramm: 50 °C (1 min), 25 °C/min bis 220 °C (3 min), 25 °C/min bis 250 °C (5 min). Nachweisgrenze: <1 µg/L; Flussrate: 1,5 mL.

Literatur:

[1] Willy Brand High Precision Isotope Ratio Monitoring Techniques in Mass Spectrometry Journal of Mass Spectrometry, Vol. 31, 225-235 (1996)

*G. Deußing, ScienceCommunication, 41464 Neuss

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